Sejtrobbantás és nanofotonika  az egyedi sejtek anyagcseréjének felderítésére

Ákos Vértes

doi:10.24100/MKF.2026.03.86-93

Ákos Vértes George Washington University

DOI: https://doi.org/10.24100/MKF.2026.03.86-93

Absztrakt

Székfoglaló előadásomban az egyedi sejtek metabolomikájának jelentőségét és technikai hátterét mutattam be. A kutatás központi gondolata a biológiában zajló paradigmaváltás: a korábbi, millió sejtet átlagoló mérések helyett az egyedi sejtek vizsgálata lehetővé teszi a rejtett fenotípusok és anyagcsere-állapotok (alpopulációk) azonosítását. Az egyedi sejtek elemzése komoly analitikai kihívást jelent az extrém kis térfogat (fL–nL), a nagy kémiai összetettség és az amplifikációs eljárások (mint a PCR) hiánya miatt. Több áttörést jelentő tömegspektrometrián (MS) alapuló módszert fejlesztettünk ki ezen akadályok leküzdésére. Lézer ablációs elektroporlasztásos ionizáció (LAESI): egy közép-infravörös lézer segítségével a sejtek víztartalmát gerjesztve „robbanásszerű” mintavételt tesz lehetővé, majd az anyagot elektroporlasztással ionizálja. A folyamat egy fizikai hasonlósági modellel írható le, amely párhuzamba állítható a Taylor-féle pontszerű robbanásokkal. Egy nanofotonikán alapuló eljárásban szilícium nanooszlop erdőket (nanopost arrays vagy NAPA) alkalmaztunk lézeres deszorpciós ionizációhoz, ami rendkívül érzékeny (akár 800 zeptomol kimutatási határ is elérhető) méréseket tesz lehetővé akár egyedi élesztő- és mikroba sejtekben is. Nagy áteresztőképességű automatizálással a kezdeti lassú, kézi kapilláris mikromintavételezéstől (<10 sejt/óra) eljutottunk a teljesen automatizált, képelemzésen alapuló célzásig, amely már több mint 800 sejt elemzésére képes óránként. A „sötét metabolom” feltárására a LAESI módszerrel kombinált 21 Tesla mágneses terű FT-ICR-MS készülékkel végzett mérések az izotópos finomszerkezet (IFS) révén ismeretlen vegyületek molekulaképletének meghatározását teszik lehetővé, akár egyetlen sejtből. A technológiát sikeresen alkalmaztuk a sejthalál folyamatainak (adenilát-energiatöltés vagy AEC) jellemzésére, valamint a szója gyökérgumók nitrogénmegkötésének vizsgálatára. Ez utóbbi esetben sikerült elkülöníteni a baktériummal fertőzött és fertőzetlen sejtek anyagcsere-profilját, valamint feltérképezni a biooligomerek (pl. polihidroxibutirát vagy PHB) térbeli eloszlását a szövetekben. Az eredmények lehetővé teszik, hogy az in vivo egysejt-analitika és a térbeli metabolomika új távlatokat nyisson a rendszerbiológia és az orvostudomány számára.

Hivatkozások

1. Zhang, L.; Vertes, A. Angew. Chem. Int. Ed. 2018, 57, 4466-4477. https://doi.org/10.1002/anie.201709719
2. Dolatmoradi, M.; Samarah, L. Z.; Vertes, A. Analysis & Sensing 2022, 2. 10.1002/anse.202100032
3. Zhang, L.; Foreman, D. P.; Grant, P. A.; Shrestha, B.; Moody, S. A.; Villiers, F.; Kwake, J. M.; Vertes, A. Analyst 2014, 139, 5079-5085. https://doi.org/10.1039/c4an01018c
4. Zhang, L.; Sevinsky, C. J.; Davis, B. M.; Vertes, A. Anal. Chem. 2018, 90, 4626-4634. https://doi.org/10.1021/acs.analchem.7b05126
5. Zhang, L.; Vertes, A. Anal. Chem. 2015, 87, 10397-10405. https://doi.org/10.1021/acs.analchem.5b02502
6. Marginean, I.; Parvin, L.; Heffernan, L.; Vertes, A. Anal. Chem. 2004, 76, 4202-4207. https://doi.org/10.1021/ac049817r
7. Parvin, L.; Galicia, M. C.; Gauntt, J. M.; Carney, L. M.; Nguyen, A. B.; Park, E.; Heffernan, L.; Vertes, A. Anal. Chem. 2005, 77, 3908-3915. https://doi.org/10.1021/ac050475e
8. Nemes, P.; Marginean, I.; Vertes, A. Anal. Chem. 2007, 79, 3105-3116. https://doi.org/10.1021/ac062382i
9. Nemes, P.; Goyal, S.; Vertes, A. Anal. Chem. 2008, 80, 387-395. https://doi.org/10.1021/ac0714359
10. Marginean, I.; Nemes, P.; Vertes, A. Physical Review E 2007, 76, 026320. https://doi.org/10.1103/PhysRevE.76.026320
11. Marginean, I.; Nemes, P.; Vertes, A. Phys. Rev. Lett. 2006, 97, 064502. https://doi.org/10.1103/PhysRevLett.97.064502
12. Shrestha, B.; Vertes, A. Anal. Chem. 2014, 86, 4308-4315. https://doi.org/10.1021/ac500007t
13. Shrestha, B.; Zhang, L.; Vertes, A. Mol. Biol. Cell 2014, 25.
14. Nemes, P.; Vertes, A. Anal. Chem. 2007, 79, 8098-8106. https://doi.org/10.1021/ac071181r
15. Nemes, P.; Barton, A. A.; Li, Y.; Vertes, A. Anal. Chem. 2008, 80, 4575-4582. https://doi.org/10.1021/ac8004082
16. Nemes, P.; Barton, A. A.; Vertes, A. Anal. Chem. 2009, 81, 6668-6675. https://doi.org/10.1021/ac900745e
17. Chen, Z.; Bogaerts, A.; Vertes, A. Appl. Phys. Lett. 2006, 89. 10.1063/1.2243961
18. Chen, Z.; Vertes, A. Physical Review E 2008, 77. https://doi.org/10.1103/PhysRevE.77.036316
19. Taylor, G. I. Proceedings of the Royal Society of London. A. Mathematical and Physical Sciences 1950, 201, 159-174. https://doi.org/10.1098/rspa.1950.0049
20. Taylor, G. I. Proceedings of the Royal Society of London. A. Mathematical and Physical Sciences 1950, 201, 175-186. https://doi.org/10.1098/rspa.1950.0050
21. Shrestha, B.; Vertes, A. Anal. Chem. 2009, 81, 8265-8271. https://doi.org/10.1021/ac901525g
22. Shrestha, B.; Nemes, P.; Vertes, A. Applied Physics a-Materials Science & Processing 2010, 101, 121-126. 10.1007/s00339-010-5781-2
23. Shrestha, B.; Vertes, A. Journal of visualized experiments : JoVE 2010. 10.3791/2144
24. Shrestha, B.; Patt, J. M.; Vertes, A. Anal. Chem. 2011, 83, 2947-2955. https://doi.org/10.1021/ac102958x
25. Stopka, S. A.; Samarah, L. Z.; Shaw, J. B.; Liyu, A. V.; Velickovic, D.; Agtuca, B. J.; Kukolj, C.; Koppenaal, D. W.; Stacey, G.; Pasa-Tolic, L.; Anderton, C. R.; Vertes, A. Anal. Chem. 2019, 91, 5028-5035. https://doi.org/10.1021/acs.analchem.8b05084
26. Samarah, L. Z.; Khattar, R.; Tran, T. H.; Stopka, S. A.; Brantner, C. A.; Parlanti, P.; Velickovic, D.; Shaw, J. B.; Agtuca, B. J.; Stacey, G.; Pasa-Tolic, L.; Tolic, N.; Anderton, C. R.; Vertes, A. Anal. Chem. 2020, 92, 7289-7298. https://doi.org/10.1021/acs.analchem.0c00936
27. Dolatmoradi, M.; Stopka, S. A.; Corning, C.; Stacey, G.; Vertes, A. Anal. Chem. 2023, 95, 17741-17749. https://doi.org/10.1021/acs.analchem.3c03651
28. Stopka, S. A.; Wood, E. A.; Khattar, R.; Agtuca, B. J.; Abdelmoula, W. M.; Agar, N. Y. R.; Stacey, G.; Vertes, A. Anal. Chem. 2021, 93, 9677-9687. https://doi.org/10.1021/acs.analchem.1c00569
29. Walker, B. N.; Razunguzwa, T.; Powell, M.; Knochenmuss, R.; Vertes, A. Angew. Chem. Int. Ed. 2009, 48, 1669-1672. https://doi.org/10.1002/anie.200805114
30. Walker, B. N.; Stolee, J. A.; Pickel, D. L.; Retterer, S. T.; Vertes, A. Journal of Physical Chemistry C 2010, 114, 4835-4840. https://doi.org/10.1021/jp9110103
31. Walker, B. N.; Stolee, J. A.; Vertes, A. Anal. Chem. 2012, 84, 7756-7762. https://doi.org/10.1021/ac301238k
32. Stolee, J. A.; Vertes, A. PCCP 2011, 13, 9140-9146. https://doi.org/10.1039/c0cp02709j
33. Stolee, J. A.; Walker, B. N.; Zorba, V.; Russo, R. E.; Vertes, A. PCCP 2012, 14, 8453-8471. https://doi.org/10.1039/c2cp00038e
34. Samarah, L. Z.; Vertes, A. View 2020, 1. https://doi.org/10.1002/viw.20200063
35. Samarah, L. Z.; Tran, T. H.; Stacey, G.; Vertes, A. Angew. Chem. Int. Ed. 2021, 60, 9071-9077. https://doi.org/10.1002/anie.202015251
36. Vértes, Á. Magy. Kem. Foly. 2024, 130, 65-74. https://doi.org/10.24100/MKF.2024.01-02.65